glazmagThe EYE ГЛАЗThe EYE GLAZ2222-44082686-8083Академия медицинской оптики и оптометрии10.33791/2222-4408-2023-1-49-55glazmag-415Research ArticleОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИORIGINAL ARTICLESИсследования способности к интеграции с роговицей реципиента ксеноматериала для кератопластики «Корнеопласт» в эксперименте на животныхThe study of ability to integrate with the recipient cornea of xenomaterial “Corneoplast” for keratoplasty in the animal experimenthttps://orcid.org/0000-0003-1922-4939АнисимовС. И.AnisimovS. I.
Анисимов Сергей Игоревич, доктор медицинских наук, научный директор; профессор кафедры глазных болезней
123007, Российская Федерация, г. Москва, ул. Полины Осипенко, д. 10/1
127473, Российская Федерация, г. Москва, ул. Делегатская, д. 20/1
Sergey I. Anisimov, Dr. Sci. (Med.), Scientific Director; Professor of the Department of Eye Diseases
Глазной центр «Восток-Прозрение»; ФГБОУ ВО «Московский государственный медико-стоматологический университет имени А.И. Евдокимова» Минздрава РоссииРоссияPrivate Eye Center “Vostok-Prozrenie”; Yevdokimov Moscow State University of Medicine and DentistryRussian FederationГлазной центр «Восток-Прозрение»РоссияPrivate Eye Center “Vostok-Prozrenie”Russian FederationЦентр ветеринарной офтальмологии доктора ШилкинаРоссияDr. Shilkin Veterinary Ophthalmology CenterRussian FederationФГБОУ ВО «Московская государственная академия ветеринарной медицины и биотехнологии – МВА имени К.И. Скрябина»РоссияDr. Shilkin Veterinary Ophthalmology Center; Moscow State Academy of Veterinary Medicine and BiotechnologyRussian Federation2023010420232514955Copyright © Академия медицинской оптики и оптометрии, 20232023Академия медицинской оптики и оптометрииАкадемия медицинской оптики и оптометрииhttps://www.theeyeglaz.com/jour/about/submissions#copyrightNoticehttps://www.theeyeglaz.com/jour/article/view/415
В настоящее время наблюдается существенный дефицит донорского материала для замещения ткани роговицы, поэтому является актуальным создание ксеноматериалов, способных заменить донорскую роговицу при различных вариантах кератопластики. «Корнеопласт» – новое медицинское изделие, представляющее собой девитализированную, фиксированную методом двойного (дегидротермического + УФ) кросслинкинга свиную роговицу.
Цель работы
Цель работы: оценить биосовместимость и способность к интеграции с роговицей реципиента имплантатов на основе ксеноматериала «Корнеопласт».
Методы
Методы. Эксперимент строился на основе оценки биомикроскопии, оптической когерентной томографии высокого разрешения и гистологической картины роговицы экспериментальных кроликов (I–IV группа: всего было исследовано 8 глаз), которым был имплантирован материал «Корнеопласт».
Результаты
Результаты. Наблюдали высокую биосовместимость и способность к интеграции с роговицей реципиента при всех типах имплантации: сквозной, передней послойной и интраламеллярной кератопластики. В первые сутки биомикроскопически имплантат прозрачен, отмечен незначительный отек роговичной стромы реципиента. Через неделю фиксировали слабый отек имплантата без его набухания, снижалась его прозрачность, роговица реципиента была ареактивна. Через месяц отмечали умеренную неоваскуляризацию по направлению к швам. Через 6 месяцев роговица реципиента спокойна, прозрачна, имплантат полупрозрачен, неоваскуляризация отсутствует, вся поверхность роговицы и имплантата эпителизирована. На серии оптических когерентных томограмм нормальный по толщине непрерывный слой эпителия, отмечается полная интеграция материала с роговицей реципиента, сохраняется слоистое строение, характерное для роговичной ткани, эндотелий сохранен. При гистологическом исследовании различий в интактной роговице и имплантированном материале нет.
Заключение
Заключение. Материал «Корнеопласт» достаточно биосовместим и способен к интеграции с роговицей реципиента в эксперименте на животных. Это позволяет на определенном этапе завершения доклинических испытаний использовать его для замещения роговичной ткани при сквозных, интраламеллярных, поверхностных передних послойных имплантациях и для покрытия гнойных язв роговицы различной глубины.
Currently, there is a significant shortage of donor materials for replacing corneal tissue that is why it is relevant to create xenomaterials, which are able to replace a donor cornea with various types of keratoplasty. “Corneoplast” is a new medical device, which is a devitalized, fixed by the method of double crosslinking (dehydrothermic + UV), pork cornea.
Purpose
Purpose: to assess the biocompatibility and ability to integrate with the recipient cornea of implants based on the xenomaterial “Corneoplast”.
Materials and methods
Materials and methods. The experiment was based on biomicroscopy examination, high-resolution optical coherence tomography and histological examination of the experimental rabbits’ corneas (group I–IV: total of 8 eyes were examined), where keratoplasty was performed with the “Corneoplast” material.
Results
Results. High biocompatibility and ability to integrate with the recipient’s cornea were observed in all types of keratoplasty: penetrating, superficial lamellar and intralamellar keratoplasty. On the next day, the implant was transparent with slight swelling of the recipient’s corneal stroma. A week later, the slight swelling of implant was recorded without cornea edema. Its transparency decreased. The recipient’s cornea was reactive. A month later, the moderate neovascularization was noted towards the sutures. After 6 months, the recipient’s cornea was clear, transparent. The implant was translucent and neovascularization was absent. The entire surface of cornea and implant was epithelialized. On the series of optical coherent tomograms, a normal thickness of the epithelium continuous layer was determined in 6 months after the surgery. The complete integration of material with the recipient’s cornea was noted. The layered structure characteristic of corneal tissue was preserved. The cornea retained a layered structure and the endothelium was preserved. On histological examination, there were no differences in the intact cornea and implanted material.
Conclusion
Conclusion. The “Corneoplast” material is sufficiently biocompatible and capable of integration with the recipient’s cornea in an animal experiment. This allows, at a certain stage of preclinical trials completion, to use it for replacing corneal tissue in penetrating keratoplasty, intralamellar and superficial anterior layer-by-layer implantations and to cover purulent corneal ulcers of various depths.
кератопластикаматериал для кератопластикикросслинкинг материала для кератопластикидегидротермический кросслинкингинтеграция трансплантата роговицыkeratoplastykeratoplasty materialkeratoplasty material crosslinkingdehydrothermal crosslinkingcorneal graft integration
В настоящее время наблюдается существенный дефицит донорского материала для замещения ткани роговицы, поэтому является актуальным создание ксеноматериалов, способных заменить донорскую роговицу при различных вариантах кератопластики. Проблемы частично решаются за счет децеллюлизированной роговицы домашних животных [1], однако ее можно использовать только для послойной кератопластики. Для сквозного восстановления прозрачности переднего отрезка глаза применяются кератопротезы, наиболее эффективные из них известны как бостонские кератопротезы, которые имеют в своей конструкции деталь из донорской роговицы [2]. Однако при их изготовлении используют синтетические материалы, которые склонны к отторжению тканями больного. Известны случаи расплавления роговицы реципиента после применения этого кератопротеза. Борзенок С. А. и соавт. в 2003 году предложили изготавливать кератопротез с роговичным компонентом, в котором для повышения стойкости роговичной части к биодеградации применяли раствор дубящих веществ в виде смеси формалина и глютаральдегида [3]. Способ пока не нашел практического применения. Kunpeng Pang, Liqun Du и Xinyi Wu в 2010 году использовали свиную роговицу при послойной пересадке в эксперименте как каркасный материал для восстановления поврежденной роговицы после ее децеллюлизации. Для этого свежую свиную роговицу обрабатывали 0,5 % натрия додецилсульфатом в течение 24 часов при температуре 4 °C [4]. Это решение подразумевает использование полученной роговицы только для послойной кератопластики. Кроме того, при ее применении при ожоговых или неоваскулярных бельмах нельзя гарантировать успех, так как предлагаемый материал не может противостоять неоваскуляризации и инфильтрации мигрирующими воспалительными клетками, что приводит к образованию вторичного бельма.
Другие авторы в целях устранения неоваскуляризации и деградации материала для кератопластики предлагали заселять ацеллюлярную свиную роговицу слоями амниотического эпителия [5]. Описаны и иные попытки использования децеллюляризированного ксеноматериала для кератопластики с использованием активного агента – фосфолипазы А2 200 Ед/мл и 0,5 % натрия диоксихлората [6]. Применение химических или биологически активных агентов снижает биосовместимость материалов, так как они не могут быть полностью удалены из роговичной ткани. Предпринимались также попытки приготовления роговицы для кератопластики, основанные на децеллюлизации путем создания высокого гидростатического давления вплоть до 980 мПа в течение 10 минут при температуре от 10 до 30 °C, которое разрушает кератоциты. Однако такая процедура вызывает помутнение роговицы из-за пропотевания дополнительной жидкости в ее строму, что требует в последующем дополнительной дегидратации 3,5 % декстраном [7]. Кросслинкинг для повышения устойчивости трансплантата был предложен Мороз З. И. и соавт. в 2010 году [8]. Это позволяет получить материал для кератопластики с повышенной прочностью и повышенной устойчивостью к биодеградации, но улучшение указанных характеристик незначительно, так как модификация материала происходит слишком поверхностно [9]. В целом достаточно хорошо изучены процессы, происходящие после аллотрансплантации донорской роговицы, и крайне скудны данные о процессах интеграции ксеноимплантатов при кератопластике. Таким образом, при создании доступных имплантатов роговицы, не связанных с необходимостью обращения к донорским алломатериалам, является актуальным изучение их способности к интеграции с роговицей реципиента.
Цель
Целью исследования явилась оценка биосовместимости и способности к интеграции с роговицей реципиента имплантатов «Корнеопласт» на основе ксеноматериала.
Материалы и методы
Материал для кератопластики «Корнеопласт», использованный в настоящей работе, представляет собой девитализированную фиксированную методом дегидротермического + УФ кросслинкинга роговицу (патент РФ № 2748951 от 02.06.21 г.). Набор биотехнологических и физико-химических приемов позволил уменьшить биологическую реакцию на имплантат до уровня лучших полимерных образцов, используемых для кератопластики (кератопротезирования), при одновременном сохранении способности интегрироваться в биологическую структуру роговицы практически без потери основных свойств, позволяющих осуществлять ее основные функции. Производителем материала «Корнеопласт» является ООО «Трансконтакт», Москва.
Эксперимент проводился на кроликах породы шиншилла, которым был имплантирован материал «Корнеопласт». Всего было исследовано 8 глаз четырех животных. Все манипуляции с животными проводили в соответствии с Европейской конвенцией по защите позвоночных животных, используемых для экспериментальных и других научных целей (Страсбург, 1986).
В ходе эксперимента проводили биомикроскопию и фоторегистрацию экспериментальных глаз в сроки 1 день, неделя, 1 месяц, 3 месяца и 6 месяцев после операции. В сроки 1, 3 и 6 месяцев проводили оптическую когерентную томографию (ОКТ) высокого разрешения с использованием прибора REVO фирмы OPTOPOL, США. Через 6 месяцев готовили рутинные гистологические препараты, окрашенные гематоксилин-эозином.
Операцию имплантации выполняли в трех вариантах:
I эксперимент: сквозная имплантация материала (1 глаз);
II эксперимент: интраламеллярная имплантация материала (1 глаз);
III эксперимент: поверхностная передняя послойная имплантация (4 глаза).
В качестве контроля использовали 2 интактных кроличьих глаза.
Операции проводили в условиях ветеринарной микрохирургической операционной с использованием внутривенной премедикации и газового масочного наркоза под операционным микроскопом одним хирургом (Анисимова Н. С.). Выведение из наркоза осуществляли в условиях дневного ветеринарного стационара.
Сквозная кератопластика с помощью материала «Корнеопласт»
После проведения наркоза накладывали стерильную офтальмологическую салфетку, блефаростат. На верхнюю прямую мышцу накладывали шов-держалку. Предварительно материал «Корнеопласт» размачивали в сбалансированном физиологическом растворе в течение 30 минут. Трепаном диаметром 6,0 мм выкраивали материал в форме диска. В роговице реципиента в центре тем же трепаном формировали сквозное отверстие диаметром 6,0 мм. Диск материала фиксировали 4 швами держалками с использованием шелка 8–0. По кругу узловыми швами герметизировали имплантированный диск из материала «Корнеопласт» в глазу животного с использованием нейлона 10–0 (рис. 1).
Рис. 1. Трансплантат из материала «Корнеопласт» адаптирован 16 узловыми швами нейлоном 10–0Fig. 1. Graft from the “Corneoplast” material sutured with 16 sutures of nylon 10–0
https://cdn.elpub.ru/assets/journals/glazmag/2023/1/0DV1S3bTuBHoL4Vg3iI1bW9xMBKkvUeAPgGOSbtQ.jpegИнтраламеллярная кератопластика с помощью материала «Корнеопласт»
После проведения наркоза накладывали стерильную офтальмологическую салфетку, блефаростат. На верхнюю прямую мышцу накладывали шов-держалку. Предварительно материал размачивали в сбалансированном физиологическом растворе в течение 30 минут. Трепаном диаметром 6,0 мм выкраивали материал в форме диска. Диску с помощью ножниц придавали овальную форму. Роговичным расслаивателем в роговице животного формировали туннель на 1/2 глубины по форме выкроенного материала. Материал помещали в подготовленный туннель, после чего туннель герметизировали двумя швами нейлоном 10–0.
Поверхностная передняя послойная кератопластика с помощью материала «Корнеопласт»
После проведения наркоза накладывали стерильную офтальмологическую салфетку, блефаростат. На верхнюю прямую мышцу накладывали шов-держалку. Предварительно материал размачивали в сбалансированном физиологическом растворе в течение 30 минут. Трепаном диаметром 6,0 мм выкраивали материал в форме диска. Роговичным расслаивателем в роговице животного формировали туннель на 1/2 глубины по форме выкроенного материала. Наружный слой с помощью трепана диаметром 6,0 мм удаляли. Материал помещали на подготовленное ложе, после чего его укрепляли 10 узловыми швами нейлоном 10–0.
Через 6 месяцев после операции все животные были здоровы, активны.
Для гистологических исследований экспериментальных кроликов выводили из эксперимента через полгода. Глаза фиксировали нейтральным 10 % формалином. Передний отрезок глаза вырезали бритвой, отступая 2–3 мм от лимба, и готовили рутинные гистологические препараты, окрашенные гематоксилин-эозином. При сквозной имплантации срезы выполняли в горизонтальном направлении через центр имплантированного материала. При интраламеллярной имплантации гистологические срезы выполняли вдоль длинной оси материала овальной формы.
Первые сутки после сквозной пересадки имплантат прозрачен, отмечается незначительный отек роговичной стромы реципиента. Швы чистые. Через неделю сохраняется незначительный отек имплантата без его набухания, снижается его прозрачность. Роговица реципиента ареактивна. Через месяц после сквозной имплантации материала роговица реципиента прозрачна, отмечается умеренная неоваскуляризация по направлению к швам. Через 6 месяцев после сквозной имплантации (рис. 2 А) роговица реципиента спокойна, прозрачна, имплантат полупрозрачен, отмечается частичное просвечивание рефлекса с глазного дна, переходная зона между роговицей реципиента и имплантатом не определяется, неоваскуляризация отсутствует. Вся поверхность роговицы и имплантата эпителизирована, отек отсутствует. После поверхностной передней послойной имплантации материала роговица кролика почти прозрачна, поверхность ровная, границы между здоровой тканью и трансплантатом не определяются (рис. 2 B). После интраламеллярной имплантации материала в первые недели после операции формируется легкий сосудистый паннус в сторону сформированного туннеля с имплантатом, который постепенно регрессирует к срокам в 6 месяцев (рис. 2 C). Роговица реципиента во все сроки наблюдения прозрачна, признаков воспалительной реакции не отмечено.
Рис. 2. 6 месяцев после имплантации материала «Корнеопласт», увеличивается прозрачность имплантата, на периферии его отчетливо просматривается рефлекс с глазного дна, граница с роговицей реципиента не определяется. А – сквозная; B – поверхностная передняя послойная; C – интраламеллярная кератопластика с помощью материала «Корнеопласт»Fig. 2. 6 months after “Corneoplast” material implantation, the transparency of implant increased, the reflex from the fundus is clearly visible on its periphery, the border with the recipient’s cornea is not determined. A – penetrating keratoplasty, B – superficial lamellar keratoplasty, C – intralamellar keratoplasty using “Corneoplast” material
Через 1 месяц после сквозной имплантации материала «Корнеопласт»: на серии оптических когерентных томограмм слои роговицы переходят на имплантированный материал; в области перехода слои непрерывны, переходная зона не визуализируется; слои роговицы реципиента переходят в слои материала, составляя с ними единое целое; материал в некоторых зонах имеет незначительную гиперрефлективность, но сохраняет слоистое строение, характерное для стромы роговицы.
Через 6 месяцев (рис. 3 А) после сквозной трансплантации на серии оптических когерентных томограмм определяется нормальный по толщине непрерывный слой эпителия, отмечается полная интеграция материала с роговицей реципиента, гиперрефлективность уменьшилась, сохраняется слоистое строение, характерное для роговичной ткани.
Через 6 месяцев после послойной имплантации на ОКТ определяется трансплантат в виде участка гиперрефлективной ткани (рис. 3 B), слои интегрированы со стромой роговицы реципиента. Роговица экспериментального животного в сравнении с контрольной группой имеет нормальные геометрические параметры.
На ОКТ после интраламеллярной имплантации также граница между роговицей реципиента и трансплантатом четко не визуализируется. Имплантированный материал представляет собой гиперрефлективный мениск (рис. 3 C). Слой эпителия имеет нормальную толщину. Роговица сохраняет слоистое строение. Эндотелий сохранен.
Рис. 3. Данные прижизненной оптической когерентной томографии, 6 мес. после операции: A – сквозная имплантация, средняя периферия трансплантата; B – поверхностная передняя послойная имплантация (правый край); C – интраламеллярная имплантация материала «Корнеопласт»Fig. 3. In vivo optical coherence tomography scans, 6 months after surgery: A – penetrating keratoplasty (the middle periphery of graft); B – superficial anterior layer-by-layer implantation (the right edge); C – intralamellar implantation of the “Corneoplast” material
https://cdn.elpub.ru/assets/journals/glazmag/2023/1/Vf4SC2QpPNKxEa7i9lUPmhOfZmypsT2mg3xS3gqg.jpegРезультаты гистологического исследования
В группе сквозной и поверхностной передней послойной кератопластики по всей поверхности роговицы, включая область трансплантата, сформирована равномерная на всем протяжении базальная мембрана. Слой базальных клеток эпителия и более поверхностных слоев сформирован, равномерен и не имеет видимых отличий над интактной стромой и областью имплантированного материала. Воспалительные клетки во всех слоях интактной роговицы и импланта отсутствуют. Фибробласты (кератоциты) расположены в строме роговицы и имплантированного материала параллельно, в количественном отношении нет различий в интактной роговице и трансплантате. Имплантированный материал имеет слоистое строение, подобное строению нормальной роговицы. При этом слои роговицы без видимой пограничной зоны переходят в слои импланта, составляя единое целое образование. Слой эндотелиальных клеток присутствует на всем протяжении препарата, в том числе равномерно выстилает внутреннюю поверхность имплантированного материала (рис. 4 А). В лимбальной зоне отсутствуют воспалительные клетки, отмечается некоторый избыток тканей сосудистых образований без признаков воспалительной реакции. В ткани радужки и цилиарного тела отсутствуют воспалительные клетки (рис. 4 B). Сосуды не увеличены в размерах их количество также не увеличено и соответствует таковому в контрольных глазах.
В группе послойной интраламеллярной кератопластики через 6 месяцев после операции также по всей поверхности роговицы, включая область трансплантата, сформирована равномерная на всем протяжении базальная мембрана. Слой базальных клеток эпителия и более поверхностных слоев сформирован, равномерен и не имеет видимых отличий над интактной стромой и областью имплантированного материала. Воспалительные клетки во всех слоях интактной роговицы и трансплантата отсутствуют. Фибробласты (кератоциты) расположены в строме роговицы и импланта параллельно (рис. 4 C). В количественном отношении нет различий в интактной роговице и имплантированном материале. Отмечается большая плотность слоев в имплантате, что определяется по более интенсивной окраске материала. Имплантированный материал имеет слоистое строение, подобное строению нормальной роговицы, при этом слои роговицы без видимо пограничной зоны переходят в слои имплантата, составляя единое целое образование. Эндотелиальный слой определяется на всем протяжении препарата. Радужная оболочка и цилиарное тело без признаков инфильтрации воспалительными клетками, и практически эти структуры не отличаются от этих же структур контрольного глаза.
Рис. 4. Гистологическая картина через 6 месяцев после имплантации материала. А – зона перехода роговицы реципиента и материала после сквозной имплантации; B – отсутствие признаков воспаления в радужке и цилиарном теле; C – фибробласты в строме роговицы и имплантата. Окраска гематоксилин-эозином. Увеличение ×40Fig. 4. Histological picture 6 months after implantation of the material. A – transition zone of the recipient’s cornea and the material after penetrating keratoplasty; B – after intralamellar implantation; C – fibroblasts in the cornea stroma and graft. Hematoxylin-eosin staining. Magnification ×40
Материал «Корнеопласт» достаточно биосовместим и способен к интеграции с роговицей реципиента в эксперименте на животных, что позволяет на определенном этапе завершения доклинических испытаний использовать его для замещения роговичной ткани при сквозных, интраламеллярных, поверхностных передних послойных имплантациях и покрытиях гнойных язв роговицы.
Вклад авторов: авторы внесли равный вклад в эту работу.
Концепция и дизайн исследования: Анисимов С. И., Анисимова Н. С., Шилкин А. Г.
Сбор и статистическая обработка материала: Анисимов С. И., Анисимова Н. С., Шилкин А. Г., Попов И. А., Орлова М. Н.
Анализ и интерпретация данных, написание текста: Анисимов С. И., Шилкин А. Г., Орлова М. Н.
Финальное редактирование: Анисимов С. И.
Authors’ contributions: the authors contributed equally to this work.
Research concept and design: Anisimov S.I., Anisimova N.S., Shilkin A.G.
Data collection and statistical processing: Anisimov S.I., Anisimova N.S., Shilkin A.G., Popov I.A., Orlova M.N.
Data analysis and interpretation, text writing: Anisimov S.I., Shilkin A.G., Orlova M.N.
Final editing: Anisimov S.I.
ReferencesShi W., Zhou Q., Gao H. et al. Protectively decellularized porcine cornea versus human donor cornea for lamellar transplantation. Advanced Functional Materials 2019;29(37):1902491. https://doi.org/10.1002/adfm.20190249Shi W., Zhou Q., Gao H. et al. Protectively decellularized porcine cornea versus human donor cornea for lamellar transplantation. Advanced Functional Materials 2019;29(37):1902491. https://doi.org/10.1002/adfm.20190249Chodosh J., Ilios E.P., Graney J. Keratoprothesis apparatuses, systems, and methods: U.S. Patent №. 10939993. Washington, DC: U.S. Patent dated 2021.Chodosh J., Ilios E.P., Graney J. Keratoprothesis apparatuses, systems, and methods: U.S. Patent №. 10939993. Washington, DC: U.S. Patent dated 2021.Борзенок С.А., Мороз З.И., Калинников Ю.Ю. и др. Средство для консервации донорской роговицы с опорным элементом кератопротеза. Патент РФ № 2204247 от 27.11.2003.Borzenok S.А., Moroz Z.I., Kalinnikov Yu.Yu. et al. Means for preserving the donor cornea with a supporting element of the keratoprosthesis. Patent № 2204247 dated 27.11.2003. (In Russ.) 4. Pang K., Du L., Wu X. A rabbit anterior cornea replacement derived from acellular porcine cornea matrix, epithelial cells and keratocytes. Biomaterials. 2010, Oct;31(28):7257–7265. https://doi.org/ 10.1016/j.biomaterials.2010.05.066Pang K., Du L., Wu X. A rabbit anterior cornea replacement derived from acellular porcine cornea matrix, epithelial cells and keratocytes. Biomaterials. 2010, Oct;31(28):7257–7265. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2010.05.066Luo H., Lu Y., Wu T. et al. Construction of tissue-engineered cornea composed of amniotic epithelial cells and acellular porcine cornea for treating corneal alkali burn. Biomaterials. 2013;34(28):6748–6759. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2013.05.045Luo H., Lu Y., Wu T. et al. Construction of tissue-engineered cornea composed of amniotic epithelial cells and acellular porcine cornea for treating corneal alkali burn. Biomaterials. 2013;34(28):6748–6759. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2013.05.045Wu Z., Zhou Y., Li N. et al. The use of phospholipase A(2) to prepare acellular porcine corneal stroma as a tissue engineering scaffold. Biomaterials. 2009;30(21):3513–3522. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2009.03.003Wu Z., Zhou Y., Li N. et al. The use of phospholipase A(2) to prepare acellular porcine corneal stroma as a tissue engineering scaffold. Biomaterials. 2009;30(21):3513–3522. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2009.03.003Hashimoto Y., Funamoto S., Sasaki S. et al. Preparation and characterization of decellularized cornea using high-hydrostatic pressurization for corneal tissue engineering. Biomaterials. 2010;31(14):3941–3948. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2010.01.122Hashimoto Y., Funamoto S., Sasaki S. et al. Preparation and characterization of decellularized cornea using high-hydrostatic pressurization for corneal tissue engineering. Biomaterials. 2010;31(14):3941–3948. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2010.01.122Moroz Z.I., Borzenok S.A., Kalinnikov Yu.Yu. Method of processing human cadaveric keratoderma preceding keratoplasty. Patent № 2381649 dated 20.02.2010. (In Russ.)Мороз З.И., Борзенок С.А., Калинников Ю.Ю. и др. Способ обработки трупной роговицы человека перед кератопластикой. Патент РФ № 2381649 от 20.02.2010.Gorohova M.V. Keratoplasty using cross-linking modified donor material in patients with corneal ulcers. Thesis for the degree of candidate of medical science. Moscow; 2017. 132 p. (In Russ.)Горохова М.В. Кератопластика с использованием кросслинкинг модифицированного донорского материала у пациентов с язвами роговицы. Диссертация на соискание степени канд. мед. наук. Москва; 2017. 132 с.Горохова М.В. Кератопластика с использованием кросслинкинг модифицированного донорского материала у пациентов с язвами роговицы. Диссертация на соискание степени канд. мед. наук. Москва; 2017. 132 с.
The authors declare that there are no conflicts of interest present.